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第一章 绪论
第二章 实验研究的基本要素及人员条件
第三章 文献综述及文献检索
第四章 科学研究的选题和设计
第五章 数据的记录于处理
第六章 实验报告与论文的撰写
第七章 医学实验的数学建模
第八章 基础医学实验常用仪器及器件
第九章 医学实验动物及其操作技术
第十章 血液流变学检测
第十一章 膜片钳技术
第十二章 组织细胞培养技术
第十三章 染色体分析技术
第十四章 分子生物学技术
第十五章 免疫学技术
第十六章 细菌学实验技术
第十七章 组织学技术
第十八章 流式细胞术及其应用
第十九章 电镜技术与生物医学超微结构
第二十章 激光扫描共聚焦显微镜技术
第二十一章 模拟实验
第二十二章 生理学实验
第二十三章 药理学实验
第二十四章 形态学实验
第二十五章 分子生物学实验
第二十六章 微生物学实验
第二十七章 免疫学实验
第二十八章 医学化学实验
第二十九章 药学实验
第三十章 实验动物行为学实验方法
第三十一章 综合实验
附录

 
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第十节 动物血压及心电图的测定
2009-06-02 21:42  

 

血压和心电图是重要的生理指标。动物血压、心电图的测量方法与技术是机能实验教学所要求的基本的技能之一,也是心血管生理学、药理学研究所必备的实验技术之一。

本节主要介绍常用动物血压、室内压及心电图的测量方法与技术。

一、清醒大鼠的血压测定

清醒大鼠的血压测定有多种方法。按是否进行手术分为有创和无创;按测定方式分为直接和间接,一般直接法都是有创的。

直接法又分为导管法和换能器埋入腹腔遥测法,前者插入大鼠动脉的导管通过换能器与记录系统有连接,测量时清醒大鼠的活动受一定的限制,后者插入动脉的导管、换能器与记录系统无任何连接,测量时大鼠可自由活动。

间接法一般是无创的,间接法有多种,常用的有鼠尾容积测压法和大鼠尾动脉脉搏测压法等等。目前,清醒大鼠血压测定方法多为大鼠尾动脉脉搏测压法。下面主要介绍大鼠尾动脉脉搏测压方法。

1. 基本原理 大鼠尾部加压超过收缩压时,脉搏消失,压力减至收缩压时,脉搏出现,继续减压至舒张压时,脉搏恢复加压前的水平,通过检测这种脉搏变化时的瞬间压力,即为血压值。

2. 实验动物与器材 大鼠,体重150300g;尾动脉测压系统,系统由包括尾动脉测压仪、脉搏传感器、加压尾套、尾部加热器及动物固定装置等组成。

3. 实验方法与步骤 不同厂家,不同型号的尾动脉测压系统操作步骤上有些小的差异,但基本操作步骤是一致的。

1)大鼠固定和加温:加温采用大鼠全身或鼠尾局部加温。固定一般采用有机玻璃制成的固定器。

2)确定起始脉搏水平:将加压尾套、脉搏换能器依次套在鼠尾合适位置。

3)测定血压:用橡皮球充气加压,使加压尾套内的压力升高至脉搏完全消失,在继续加压20mmHg左右,然后缓慢放气减压至脉搏信号恢复起始水平,此时可以从测压仪上或记录系统中读取收缩压、舒张压、平均动脉压和心率等。一般连测三次,取其平均值作为一个测量值。

4. 注意事项

1)由于被测清醒大鼠活动受到限制,制动应激可影响血压准确性,为降低这种影响,一定要在正式实验前训练大鼠,使之适应测压环境和操作,除此之外,动物保温也可以使动物安静。

2)温度影响大鼠尾动脉的舒张,因此,在测量时大鼠的尾部应适当加温。一般控制在34℃左右。持续时间以10min为宜。

3)实践发现,加压尾套的宽度和位置影响测量值,加压尾套太小所测血压值偏高,其宽度太大则相反。因此,应根据动物体重大小选择适当宽度加压尾套。体重小于150g,加压尾套一般应以1.5cm为宜,体重在200g左右的以2.0cm为宜 ,体重大于300g2.52.8cm为宜。

加压尾套距鼠尾根部越远,血压值越低,以放在大鼠尾根部为宜。且每次测量必须放置同一位置。

4)减压速度可影响测压值,故放气时尽可能恒速。

二、麻醉大鼠动脉血压的测定(直接测定法)

麻醉大鼠动脉血压测定的常用方法有两种:一是采用颈总动脉插管测量血压,二是采用股动脉插管测量血压。

1. 实验动物与器材 家兔,体重为2kg左右;大鼠,体重为200250g左右。20%氨基甲酸乙酯(Urethane)注射液或者1.5%戊巴比妥钠(Phentobarbital Sodium)注射液,1%普鲁卡因注射液,0.3%肝素生理盐水注射液,常用实验器械一套,家兔或者大鼠实验台一个,用于家兔或者大鼠的聚乙烯医用塑料导管(家兔用导管外径为2mm,内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm,内径为0.8mm),压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。

2. 实验方法与步骤

1)颈总动脉测量动脉血压:取体重为200250g左右的大白鼠,用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g,腹腔注射麻醉,待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,颈总动脉分离(见本章第七节基本手术操作)分离出一侧的颈总动脉约2cm。插管前将导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液,排走气泡,并且准备好记录仪器。然后先将颈总动脉远心端结扎,近心端用动脉夹夹住,在远心端结扎处的动脉壁上用眼科剪刀以45°角度剪口,将准备好的颈总动脉插管向近心端插入约1cm,用近心端的穿线结扎动脉血管和导管,松开动脉夹将导管再送入约1cm左右,即可看到动脉的血压波形,再用远心端的结扎线结扎固定插管,等动物稳定5min左右,就可以开始实验内容了。

2)股动脉测量动脉血压:取体重为200250g左右的大白鼠,用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g,腹腔注射麻醉,待动物被麻醉后,(见本章第七节基本手术操作)分离出约1cm左右。同样插管前将动脉插管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液,排走气泡,并且准备好记录仪器。然后先将股动脉远心端结扎,近心端用动脉夹夹住,或者用近心端的穿线轻轻提起血管,阻断血流。在远心端结扎处的动脉壁上用眼科剪刀以45°角度剪口,将准备好的动脉插管向近心端插入约0.5cm,松开动脉夹,或者松开近心端的提线,将插管再送入约1cm左右,用近心端的穿线结扎动脉血管和插管,即可看到股动脉的血压波形,再用远心端的结扎线结扎固定插管,等动物稳定5min左右,就可以开始实验内容了。

3. 指标及含义 反映动脉血压变化的指标有三个,它们是:收缩压(systolic blood pressureSBP)、舒张压(diastolic blood pressureDBP)、平均动脉压(mean blood pressure, MBP

4. 注意事项 经颈总动脉插管测量血压的方法,颈部手术的操作要轻巧,用血管钳钝性分离肌肉组织,用玻璃分针分离迷走神经和颈总动脉,这样出血少,对血管的刺激小,方便插管操作。经股动脉插管测量血压的方法相对难度较大,因为手术视野小、股动脉血管细、分离出来的血管也短,所以操作更要求细心、轻巧。

三、麻醉家兔、大鼠中心静脉压的测定

中心静脉压(central venous pressure CVP)是用来反映右心房内压力变化的一个指标。右心房内压力的变化受到两个因素的影响:第一是上下腔静脉回流的情况,比如大量失血或者丢失体液而发生低血容量性休克时,回心血量明显减少,右心房内压力会降低,中心静脉压降低;第二是右心室内压力变化的情况,比如肺动脉高压时,右心室内压也增高,右心房内血液进入右心室受阻,右心房内压增高,中心静脉压增高。

1. 实验动物与器材 家兔,体重为2kg左右;大鼠,体重为200250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液,1%普鲁卡因注射液,0.3%肝素生理盐水注射液,常用实验器械一套,家兔或者大鼠实验台一个,用于家兔或者大鼠的医用塑料导管(家兔用导管外径为2mm,内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm,内径为0.8mm,比较柔软的塑料导管),水检压计或者压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。

2. 实验方法与步骤 取体重为2kg左右的家兔,用20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg或者1.5%戊巴比妥钠注射液2ml/kg,耳缘静脉注射麻醉,待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,颈部剪毛,用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤,用血管钳钝性分离右侧皮下组织,即可看到颈外静脉(有两个分支),用血管钳小心地分离出两个分支融合在一起的血管约2cm,分别在远心端和近心端穿两条手术线备用,先将远心端结扎,轻轻提起远心端结扎线,用眼科剪刀在静脉壁上以45°角度剪口,将充满生理盐水的水检压计的导管或者压力换能器的导管向近心端方向插入大约4cm左右即可。然后用近心端的手术线轻轻结扎血管和导管,再用远心端的手术线轻轻结扎固定导管。打开水检压计的导管或者压力换能器的三通开关,就可以看到中心静脉压的波动变化。

3. 指标及含义 中心静脉压(CVP cmH2O)主要用于监测右心房压力的变化,评价体循环有效循环血容量的情况,或者是右心室压力变化的情况。

4. 注意事项 因为静脉壁比较薄,所以分离时一定要小心轻巧,用玻璃分针钝性分离,并且将管壁上的筋膜组织分离干净。剪开静脉壁插口时,原来充盈的静脉会立即塌陷变扁,插管时用眼科小镊子或者用针头弯制的小拉钩,提起剪口就可以容易地将导管插进去了。

四、麻醉家兔、大鼠左室内压(LVP)与左室内压变化速率(±dp/dtmax)的测定

心脏左心室内压(left ventricular pressure LVP)及其变化速率,是反映和评价左心室收缩功能与舒张功能的重要指标,不论是在临床的心导管检测,还是在基础医学的实验教学与科研中经常要用到这一测量方法。一般情况下,家兔、大鼠均采用通过颈总动脉插管到达心脏左心室的方法,即可获得反映左心室收缩功能与舒张功能的指标,而且操作简便、易行。另外大鼠还可以采用经左心室心尖部插管到达左心室,测量反映左心室收缩功能与舒张功能指标的方法。这一测量方法,可以在测量左心室收缩功能与舒张功能的同时,还可获得心脏泵功能的指标。这种方法需要进行开胸手术,暴露心脏,因此要用小动物人工呼吸机辅助呼吸。

1. 实验动物与器材 家兔,体重为2kg左右;大鼠,体重为200250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液,1%普鲁卡因注射液,0.3%肝素生理盐水注射液,常用实验器械一套,家兔或者大鼠实验台一个,用于家兔或者大鼠的聚乙烯医用塑料导管(家兔用导管外径为2mm,内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm,内径为0.8mm),压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。

2. 实验方法与步骤

1)取家兔一只,称体重,采用经耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg,或者1.5%戊巴比妥钠注射液2ml/kg的麻醉方法,注射速度不要太快。待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,颈部剪毛,做好手术准备。可以用1%普鲁卡因注射液2ml在颈部正中的皮下进行局部浸润麻醉,用手术刀切开颈部正中的皮肤(大鼠用手术剪刀剪开),用血管钳钝性分离皮下组织和覆盖在气管上面的肌肉,暴露出气管。在气管的左右两侧,就可以看到红颜色的颈总动脉和白色的迷走神经同在一个鞘膜里,通常选择右侧颈总动脉插管到左心室。用血管钳轻巧地打开鞘膜,分离出右侧的颈总动脉24cm,分别在远心端和近心端穿两条手术线备用。插管前将导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液,排走气泡,并且准备好记录仪器。然后先将颈总动脉远心端结扎,近心端用动脉夹夹住,在远心端结扎处的动脉壁上用眼科剪刀以45°角度剪口,将准备好的颈总动脉导管向近心端插入约2cm,用近心端的穿线结扎动脉血管和导管,但是不要太紧,使得导管可以继续插入。松开动脉夹将导管再送入约2cm左右,记录一段颈总动脉的血压波形。用左手指捏着剪口处的血管和插管,用右手轻轻地将导管向心脏方向送下,导管经过颈总动脉、主动脉弓到达主动脉瓣膜口时,血压的波幅会有些变大,手指可以明显地感受到心脏的跳动,这时继续送下导管,即可进入左心室、记录出左心室内压和左心室内压变化速率的波形,见图9-40。根据记录波形的情况,轻轻调整一下导管的位置,然后将近心端的穿线扎紧,再用远心端的结扎线结扎、固定导管,即可进行实验内容。

2)大鼠经左心室心尖部插管的方法:取大鼠一只,称体重,用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g,腹腔注射麻醉,待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,颈部、胸部剪毛。用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤,用血管钳钝性分离皮下组织和覆盖在气管上面的肌肉,暴露出气管,进行气管插管,打开人工呼吸机进行人工呼吸。做开胸手术,沿胸骨正中剪开皮肤,紧贴胸骨左缘剪开第5、第4、第3、第2肋骨,用烧灼器烧灼止血,进入胸腔,调整人工呼吸机的潮气量到双侧肺脏膨起适度为止。用小拉钩拉开切口,打开心包膜,用眼科缝合针在左心室心尖处做一个荷包缝合圈,在准备好的心室导管口1cm处结扎一条短丝线,然后将与压力换能器连接好的导管直接插入心尖处的荷包缝合圈内,结扎荷包缝合线,并且与导管口上结扎线固定在一起,这样导管就不会从心尖处滑脱,即可记录出左心室内压和左心室内压变化速率的波形,见图9-41

 

 3. 指标及含义 心脏左心室内压及其变化速率,是反映和评价左心室收缩功能与舒张功能的重要指标。经颈总动脉插管或者经左心室心尖部插管到达左心室的方法,可以获得如下指标:左心室收缩压(left ventricular systolic pressure, LVSP)、左心室舒张压(left ventricular diastolic pressure, LVDP)、左心室舒张末压(left ventricular end-diastolic pressure, LVEDP),左心室内压最大上升速率(+dp/dtmax)、左心室内压最大下降速率(-dp/dtmax)、心率(heart rate, HR)。还可以获得动脉血压(BP)的指标,包括动脉收缩压(systolic blood pressure, SBP)、动脉舒张压(diastolic blood pressure, DBP)和平均动脉压(mean blood pressure, MBP)。在这些指标中,左心室收缩压、左心室内压最大上升速率,主要反映左心室的收缩功能;左心室舒张压(LVDP)、左心室舒张末压(LVEDP)和左心室内压最大下降速率,主要反映左心室的舒张功能。

4. 注意事项 经颈总动脉插管,导管口一定不要太尖,尤其是选用大鼠做实验时,否则容易插破血管壁,发生大出血。插管前用液体石蜡涂抹插管的外壁,这样阻力小,容易将导管送入左心室。此外,在插管过程中,如果原来波幅较大的血压波形,突然变小或者成为一条直线,可能是导管口抵在了动脉血管壁上,或者是抵在了主动脉瓣膜上,这时应该轻轻后退一点导管,或者转动一下导管方向,使原来的血压波形出现后再继续送入即可进入左心室。切记没有血压波形显示时,不要硬行送下,这样容易插破血管壁。而采用经左心室心尖部插管时,导管口一定要尖,这样才容易穿透左心室壁,进入左心室腔内。

五、麻醉家兔、大鼠右室内压的测定 

心脏右心室内压(right ventricular pressure, RVP)的变化,主要反映右心室的收缩与舒张功能。右心室收缩与舒张功能的改变受到两个方面因素的影响,一是右心室心肌自身收缩、舒张性能的改变,二是肺循环内压力的变化,比如肺动脉高压(pulmonary hypertension)时。一般情况下,是用特制的塑料导管,从右侧颈外静脉插入,送到上腔静脉,进入右心房,再进入右心室,进行右心室内压的测定,这一测量方法有一定的难度。

1. 实验动物与器材 家兔,体重为2kg左右;大鼠,体重为200250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液,1%普鲁卡因注射液,0.3%肝素生理盐水注射液,常用实验器械一套,家兔或者大鼠实验台一个,压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。用于家兔或者大鼠、比较柔软的塑料导管(家兔用导管外径为2mm,内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm,内径为0.8mm),经过特殊的加工处理,使导管的管头部分有一定的弯度(图9-42)。

2. 实验方法步骤 取大鼠一只,称体重200~250g左右,用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g,腹腔注射麻醉,待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,颈部剪毛。用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤,分离右侧皮下组织,即可以看到颈外静脉。用眼科镊轻巧地分离出长度约为1cm左右的静脉血管,分别在远心端和近心端穿两条手术线备用。插管前将塑料导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液,排走气泡,将记录仪显示的压力量程调节到050mmHg的范围。然后先将颈外静脉远心端结扎,轻轻提起近心端手术线,在远心端结扎处的静脉壁上用眼科剪刀以45°角度剪口,将特制的塑料导管插入颈外静脉,用近心端手术线结扎血管及导管,但是不要太紧,使导管可以继续插入。在记录仪上观察静脉压力的波形。继续缓慢地将导管送入,就可以到达右心房,看到右心房内压力的波形,幅度约05mmHg左右。在导管从右心房进入右心室时,由于管头部分弯度的合适程度不同,有时候很容易进入右心室,看到与右心房内压力波形完全不同的右心室内压力波形,幅度范围在025mmHg左右,见图9-43。有时候则很难进入右心室,需要多试几次才行。

3. 指标及含义 由于右心室与肺循环密切相关,因此多数情况下,右心室内压(RVP)的变化,主要用来反映和评价肺循环功能的变化。比如肺源性心脏病患者,就是由于长期、慢性的肺部疾患,引起肺动脉压力增高,累及右心室压力也增高,当受累严重到右心失去代偿能力时,还可以发生心力衰竭。因此右心室压力的变化,是反映和评价肺循环功能变化的重要指标。

4. 注意事项 从右侧颈外静脉插管到达右心室,进行右心室内压测定的方法,导管管头部分适当的弯度是非常重要的一个环节。弯度小了,导管容易在右心房内滑入下腔静脉;而弯度太大时,导管可能会在右心房内打圈而不能进入右心室。

六、麻醉家兔、大鼠肺动脉压的测定

肺动脉压(pulmonary artery pressure PAP)的变化,主要反映肺循环及肺功能的变化,还可以间接地反映左心功能的变化。比如肺部疾患时,肺毛细血管内压改变,引起肺动脉压力改变。另外临床上还通过测量肺动脉毛细血管内压,又称为肺动脉楔压(pulmonary artery wedge pressure, PAWP),来观察左心功能的情况。这一方法操作过程是在右心室内压测量方法的基础上进行的。依然是用特制的塑料导管,从右侧颈外静脉插入,送到上腔静脉,进入右心房、进入右心室,再进入肺动脉,进行肺动脉压的测定。因为插管要进入右心房、右心室,再进入肺动脉,因此这一测量方法有一定的难度。

1. 实验动物与器材 家兔,体重为2kg左右;大鼠,体重为200250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液,1%普鲁卡因注射液,0.3%肝素生理盐水注射液,常用实验器械一套,家兔或者大鼠实验台一个,压力换能器及其多通道生理信号采集记录仪器。用于家兔或者大鼠、比较柔软的塑料导管(家兔用导管外径为2mm,内径为1.5mm;大鼠用导管外径为1mm,内径为0.8mm),经过特殊的加工处理,使插管的管头部分有一定的弯度。

2. 实验方法与步骤(以大鼠为例) 取大鼠一只,称体重200250g左右,用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥钠注射液0.2ml/100g,腹腔注射麻醉,待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,颈部剪毛。用手术剪刀剪开颈部正中的皮肤,分离右侧皮下组织,即可以看到颈外静脉。用眼科镊轻巧地分离出长度约为1cm左右的静脉血管,分别在远心端和近心端穿两条手术线备用。插管前将塑料导管和压力换能器内充满0.3%肝素生理盐水注射液,排走气泡,将记录仪显示的压力量程调节到050mmHg的范围。然后先将颈外静脉远心端结扎,轻轻提起近心端手术线,在远心端结扎处的静脉壁上用眼科剪刀以45°角度剪口,将特制的塑料导管插入颈外静脉,用近心端手术线结扎血管及导管,但是不要太紧,使导管可以继续插入,在记录仪上观察静脉压力的波形。继续缓慢地将导管送入,就可以到达右心房,看到右心房内压力的波形,幅度约05mmHg左右。继续插管到右心室,出现右心室内压力波形,幅度范围在025mmHg左右,见图9-44a)。再继续插管,就可以进入肺动脉,出现肺动脉压波形,收缩压高度与右心室内压高度相同,舒张压高度在1015mmHg左右,见图9-44b)。

 

3. 指标及含义 肺动脉压的变化,主要反映肺循环及肺功能的变化,是评价肺功能的一个重要指标。其次由于肺循环与左心房密切相关,临床上经常采用通过测量肺动脉楔状压的变化,监测左心房压力的变化,间接地反映左心功能的情况,因此也是评价左心功能的一个重要指标。

4. 注意事项 从右侧颈外静脉插管到达右心房,进入右心室,再进入肺动脉,进行肺动脉压测定的方法,导管管头部分适当的弯度依然是非常重要的一个环节。弯度小了,导管容易在右心房内滑入下腔静脉;而弯度太大时,导管可能会在右心房内或者在右心室内打圈而不能进入肺动脉内。

七、麻醉家兔、大鼠心电图的测定

心电图是反映心脏电活动变化的图形,经常用到的是体表心电图(electrocardiogramECG)。体表心电图是通过导联线与四肢电极、胸电极连接采集的心电信号。有两种记录方式:全导联心电图记录和标准Ⅱ导联心电图记录。全导联心电图记录包括标准肢体导联、加压肢体导联、胸导联共12个记录,多用于临床检测、评价心脏疾病的情况。而标准Ⅱ导联心电图记录经常用于实验过程中对心律变化进行监测或者复制心肌缺血模型时的监测。一般情况下,动物实验心电图只连接四肢电极,分别是:右上肢红色,左上肢黄色,左下肢绿色,右下肢黑色,记录标准肢体导联Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ和加压肢体导联aVLaVRaVF六个心电图形。标准Ⅱ导联心电图只记录导联Ⅱ的图形。

1. 实验动物与器材 家兔,体重为2kg左右;大鼠,体重为200250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥钠注射液,心电图仪或者多通道生理信号采集记录仪器。

2. 实验方法与步骤 取家兔一只,称体重,采用经耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg,或者1.5%戊巴比妥钠注射液2ml/kg的麻醉方法,注射速度不要太快。待动物被麻醉后,将其固定在实验台上,按照右上肢红色,左上肢黄色,左下肢绿色,右下肢黑色的连接方式,将电极针插入动物四肢的皮下,连接好导联线,即可进行心电图的记录。

3. 指标及含义 从心电图上获得的指标主要有:P波的幅度,QRS波的时间,P-R间期的时间,R-R间期的时间,S-T段的变化,T波的变化等。P波代表心房的电活动,QRS波代表心室的电活动,P-R间期反映兴奋从心房到心室传导的情况,R-R间期反映心率的变化和节律是否整齐,S-T段的变化多反映心肌供血的情况,T波反映心室复极化的情况。

4. 注意事项 心电图的采集、记录,尤其是进行动物实验,四肢电极的放置是十分重要的。一定要将电极针插到四肢的皮下,因为如果插入肌肉,就会有肌电的干扰,影响心电图的记录。另外,记录心电图时,心电图机或者记录仪器都要有较好的地线连接,否则会有其他电信号的干扰。

    

1. 医学实验动物的定义是什么?

2. 实验动物的品系按遗传学应分哪几类?

3. 什么是实验动物的“3R”原则?

4. 选择实验动物应注意哪些原则?

5. 简述小白鼠的捉拿方法。

6. 实验动物一般可用几种方法麻醉?

7. 实验动物的给药途径有哪些?

8. 止血是手术操作中的重要环节,请问采用哪些方法可减少手术出血?

9. 在对家兔的实验中,出现什么情况就可采取急救措施?简述急救的方法。

 

                                        (刘 健 杜克莘)  

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